Hématologie canine : FAQ

Introduction

Pour bien interpréter les données hématologiques en clinique vétérinaire, les résultats doivent refléter l’état réel du chien. Ceci est indispensable à la précision du diagnostic et à l’adéquation du traitement. Le vétérinaire doit savoir respecter plusieurs conditions pour garantir la qualité et la fiabilité des résultats obtenus lors de l’analyse hématologique. Il doit notamment veiller à faire contrôler la qualité de l’analyseur hématologique, identifier les éventuelles sources d’erreurs (pré-analytiques, analytiques et post-analytiques) et comparer les résultats à ceux des frottis sanguins. Cet article, sous forme de questions-réponses, vise à présenter les pièges les plus fréquemment rencontrés lors de la réalisation d’une analyse hématologique chez un chien et de l’interprétation des résultats.

Comment la lipémie ou l’hémolyse modifient-elles les résultats d’hématologie ?  

La lipémie (Figure 1) augmente la turbidité du prélèvement et perturbe la mesure de la concentration en hémoglobine. En outre, selon le système d’exploitation de l’analyseur (impédance ou faisceau laser), les microgouttelettes lipidiques peuvent entraîner une surestimation de la numération plaquettaire, de la concentration corpusculaire moyenne en hémoglobine (CCMH) et du nombre total de leucocytes 1,2. La lipémie est le plus souvent due au non-respect du jeûne. Pour limiter ou éliminer ce biais, les échantillons sanguins doivent donc être prélevés sur un animal à jeun depuis au moins 12 heures. 

Les analyseurs hématologiques à faisceau laser mesurent le nombre d’hématies, la concentration en hémoglobine (à la fois intracellulaire et libre dans le plasma), ainsi que le volume corpusculaire moyen (VCM). Si le sang est hémolysé, la CCMH peut augmenter, alors que la numération des hématies et la valeur de l’hématocrite sont généralement inférieures à la normale 3. La CCMH est l’un des paramètres érythrocytaires les plus importants : des valeurs supérieures à l’intervalle de référence indiquent des erreurs ou des artéfacts liés à la couleur du plasma (hémolyse, lipémie) ou à des changements morphologiques des hématies (présence de sphérocytes, d’excentrocytes ou de corps de Heinz). Chaque fois que la CCMH est élevée, il faut donc vérifier la qualité du prélèvement et la morphologie des hématies (Figure 2). 

Certains analyseurs à faisceau laser peuvent déterminer la concentration moyenne en hémoglobine cellulaire (CMHC). Celle-ci est directement calculée à partir des hématies, et non à partir de leur nombre et de leur concentration en hémoglobine, comme c’est le cas pour la CCMH. Si les valeurs de CMHC et de CCMH sont différentes, cela montre qu’il existe une interférence entre ces paramètres, la cause la plus fréquente étant la présence d’hémoglobine libre dans le prélèvement, suite à une hémolyse intravasculaire ou à la contamination de l’échantillon 4,5.

Faut-il tenir compte de la race du chien en interprétant les valeurs hématologiques ? 

Oui, ignorer des particularités raciales peut être problématique. Une macrothrombocytopénie physiologique (due à une mutation du gène de la bêta-1 tubuline) a par exemple été identifiée chez le cavalier king Charles 6. Les analyseurs détectent ces macroplaquettes lors du calcul du plaquettocrite (volume occupé par les plaquettes) ; ceci est important car cette mesure est un meilleur indicateur du nombre adéquat de plaquettes que la numération plaquettaire elle-même 7. Si la mutation est suspectée, elle pourra être confirmée grâce à des tests moléculaires. 

Il existe de nombreux autres exemples. Certaines races orientales (comme l’akita inu, le sharpeï et le shiba inu) peuvent présenter une microcytose physiologique (érythrocytes plus petits que la normale) et une valeur d’hémoglobine réticulocytaire inférieure à la limite basse de l’intervalle de référence pour les autres races 8. Chez les caniches, le VCM est normalement plus important que dans les autres races. L’hématocrite, le nombre d’hématies et la concentration en hémoglobine sont en général plus élevés chez le greyhound et chez les autres lévriers ; leur numération plaquettaire est souvent plus faible que celle des autres races et une légère leucopénie est fréquente 9.

L’espèce, l’âge et la race doivent par conséquent toujours être pris en compte en comparant les résultats individuels aux intervalles de référence usuels. Il est important de connaître les variations observées chez certaines races canines qui fréquentent les cliniques vétérinaires. 

Puis-je utiliser des tubes à héparine ou au citrate pour l’hématologie ?

Une analyse hématologique canine est effectuée à partir d’un prélèvement de sang total non coagulé grâce à la présence d’EDTA. D’autres anticoagulants, tels que l’héparine ou le citrate, sont également utilisés en médecine vétérinaire mais une mauvaise utilisation des anticoagulants peut conduire à fausser les résultats. Une numération cellulaire ne peut pas être effectuée à partir de sang total hépariné car les plaquettes et les leucocytes s’agrègent fréquemment dans les prélèvements. L’héparine peut servir à obtenir du plasma pour les tests biochimiques tandis que le sang total citraté sera surtout utilisé pour les tests de coagulation, pour obtenir du plasma ou pour réaliser des tests viscoélastiques. 

L’utilisation de prélèvements sanguins anticoagulés au citrate est cependant possible pour faire une numération cellulaire lorsqu’une agrégation de plaquettes ou de leucocytes est présente dans les prélèvements EDTA. Dans ce cas particulier, on utilise des tubes au citrate (qui contiennent 3,2 % de citrate de sodium liquide) et le ratio citrate/sang doit être exactement de 1/9. De ce fait, les échantillons sanguins citratés présentent toujours une légère hémodilution qui doit être prise en compte en analysant la valeur fournie par l’analyseur hématologique 10.

L’EDTA est l’anticoagulant de choix pour les analyses hématologiques. En médecine humaine, il est conseillé que le volume de l’échantillon prélevé dans le tube ne dépasse pas de plus de 10 % le volume recommandé par le fabricant. Un remplissage insuffisant ou excessif affecte la précision des résultats hématologiques. Un excès d’EDTA entraîne une crénation des hématies et une diminution de leur volume, ce qui conduit à sous-estimer le microhématocrite et le VCM 10.

Quelle est l’importance du contrôle qualité pour les analyses hématologiques en clinique ? 

Il est essentiel de respecter les protocoles de contrôle qualité lorsque des analyses hématologiques sont réalisées à la clinique avec l’aide d’un analyseur. L’American Society of Veterinary Clinical Pathology (ASVCP) a publié plusieurs recommandations afin d’améliorer le contrôle qualité en hématologie vétérinaire 11,12,13,14 et a proposé des procédures pour prévenir les erreurs pré-analytiques, analytiques et post-analytiques. Les programmes internes de contrôle qualité exigent d’utiliser des prélèvements témoins mais il est également nécessaire de participer à des protocoles de contrôle qualité externes, à l’échelle nationale ou internationale.

La valeur de l’hématocrite mesurée manuellement est-elle comparable à celle donnée par l’analyseur ?

En hématologie, les analyseurs automatiques calculent la valeur de l’hématocrite à partir de la numération des hématies et du VCM. On obtient cependant un résultat plus précis et plus reproductible en mesurant le microhématocrite manuellement dans un tube capillaire préalablement centrifugé à grande vitesse. La lecture se fait grâce à l’échelle graduée sur la colonne érythrocytaire (Figure 3). Une étude récente menée auprès d’étudiants vétérinaires et de praticiens a néanmoins révélé que dans 25 % des cas, des erreurs étaient commises au moment du mélange du sang avant de remplir le tube ; 23 % lisaient les résultats de manière incorrecte et 91 % ne remplissaient pas les tubes de microhématocrite conformément aux recommandations de l’OMS 15,16.

Pour réduire le nombre de prélèvements nécessitant de mesurer manuellement le microhématocrite, il est conseillé d’étudier la relation entre la concentration d’hémoglobine et la valeur de l’hématocrite. En général, la règle de 3 s’applique : la valeur de l’hématocrite doit être environ 3 fois supérieure à la concentration en hémoglobine. Si la valeur de l’hématocrite se situe en dehors de cette fourchette, il est recommandé de mesurer manuellement le microhématocrite et d’intégrer le résultat aux valeurs de l’analyseur pour le VCM et la CCMH dans l’analyse hématologique 10. 

Il faut aussi savoir que l’hypernatrémie peut modifier la valeur de l’hématocrite obtenue avec un analyseur automatique. Les hématies d’un chien hypernatrémique peuvent gonfler lors du mélange avec le diluant de l’analyseur, ce qui augmente faussement le VCM et donc l’hématocrite 17. 

Les analyseurs repèrent-ils les déviations à gauche ou les conséquences d’intoxication de manière fiable ?

L’ASVCP a publié des recommandations pour faire l’examen microscopique des frottis sanguins et confirmer le résultat de la numération automatique des différents types de leucocytes 14. L’avis des experts vétérinaires concernant l’évaluation des films ou des frottis sanguins varie : certains recommandent de contrôler tous les frottis sanguins tandis que d’autres conseillent de le faire (ou de recourir à une méthode manuelle d’identification des leucocytes) seulement si certains critères spécifiques s’appliquent. La pertinence des différentes approches dépend du contexte individuel (animaux malades, examens pré-anesthésiques ou gériatriques), du type d’analyseur d’hématologie utilisé et de la compétence du personnel de laboratoire. 

En plus de produire des résultats numériques, les analyseurs d’hématologie à faisceau laser présentent les résultats de manière graphique, sous forme de cytogrammes. Plusieurs études vétérinaires ont montré que ces cytogrammes sont très utiles pour inciter à examiner les frottis sanguins 18,19. Compte tenu de ces informations, cet examen est donc recommandé lorsque :

1. le cytogramme obtenu est anormal ;
2. l’analyseur signale une défaillance ou une erreur potentielle dans la classification des leucocytes ; 
3. la numération leucocytaire se situe hors de l’intervalle de référence. 

Les analyseurs automatiques à faisceau laser peuvent suggérer la présence de modifications liées à des toxiques ou d’une déviation vers la gauche (Figure 4) mais très peu d’informations sont disponibles à propos de la sensibilité et de la spécificité de ces résultats. Il est donc important de toujours faire un frottis sanguin chez un animal malade, qui présente une leucocytose, ou lorsque l’analyseur envoie une alerte (Figure 5).

L’autoagglutination ou les parasites peuvent-ils perturber les analyseurs d’hématologie ?

Une autoagglutination macroscopique ou microscopique (Figure 6) dans un prélèvement sanguin suggère un processus à médiation immunitaire. Si c’est le cas, les hématies doivent être lavées avec une solution physiologique et le test doit être répété 20. Si l’autoagglutination est confirmée, des agrégats peuvent être observés dans le cytogramme de l’analyseur qui les considère comme des cellules individuelles ; le nombre d’hématies est alors artificiellement bas 2. 

Il a été montré que la présence de parasites sanguins tels que Babesia spp. (Figure 7) peut modifier les cytogrammes des hématies et conduire à une augmentation erronée du nombre de réticulocytes. Les analyseurs à faisceau laser utilisent en effet un colorant fluorescent à la polyméthine qui peut également colorer les parasites présents dans les hématies 21,22. Ce phénomène se produit cependant rarement et la sensibilité des analyseurs pour détecter des parasites sanguins reste inconnue ; en cas de doute, l’examen d’un frottis sanguin est donc actuellement recommandé. Il doit aussi être réalisé systématiquement chez les animaux provenant de régions où la babésiose ou d’autres maladies vectorielles sont endémiques 23,24.

La thrombocytopénie observée sur un analyseur hématologique doit-elle être confirmée par un frottis sanguin ?

L’examen d’un frottis sanguin est indiqué chaque fois qu’une diminution de la numération plaquettaire est constatée ; les artéfacts liés au transport du prélèvement ou aux problèmes lors de la prise de sang sont en effet fréquents en médecine vétérinaire. Sur un frottis sanguin, le nombre de plaquettes peut être estimé en multipliant le nombre moyen de plaquettes par champ observé (au grossissement 1000, en immersion dans l’huile) par 15000/µL. Une étude a cependant montré que cette méthode d’évaluation de la numération plaquettaire du chien présente une variabilité très élevée ; le résultat dépend de l’opérateur et de la zone du frottis évaluée 25.

Ne pas valider la numération plaquettaire dans tous les échantillons présentant des agrégats plaquettaires serait frustrant et sans doute inutile pour la plupart des prélèvements hématologiques. Selon les experts, si la numération plaquettaire se situe dans l’intervalle de référence, les agrégats plaquettaires sont cliniquement insignifiants. Un frottis sanguin sera cependant examiné lorsque la numération automatisée indique une thrombocytopénie, afin d’évaluer les agrégats plaquettaires (Figure 8) 26. Les analyseurs d’hématologie au laser les plus récents mentionnent l’existence d’agrégats plaquettaires et, selon le nombre et la taille des agrégats, le clinicien peut détecter leur présence dans les cytogrammes et les histogrammes fournis par l’analyseur. Dans des cas clairement définis, cela peut donc aider à réduire la nécessité de réaliser un frottis sanguin.

Un article récent a évalué l’intérêt chez le chien de mesurer la fraction plaquettaire immature (FPI) à l’aide d’un analyseur du commerce. Ces cellules immatures sont un signe de régénération des plaquettes par la moelle osseuse en cas de forte demande. L’étude observe que, en présence d’agrégats plaquettaires, les valeurs fournies par l’analyseur sont légèrement surestimées 27.

Conclusion

Si l’hématologie vétérinaire a considérablement progressé ces dernières années, c’est en particulier grâce aux progrès technologiques apportés aux analyseurs. Le clinicien doit cependant être conscient que de nombreux facteurs peuvent biaiser ou fausser les résultats. Pour faire le bon diagnostic, il est indispensable de maîtriser la technique de prélèvement, les conditions de sa manipulation, et de faire régulièrement vérifier la fiabilité des analyseurs utilisés en clinique, en respectant les procédures appropriées. Faire des frottis sanguins en parallèle reste souvent nécessaire pour améliorer la fiabilité du diagnostic !