Numéro du magazine 32.2 Autre scientifique
Publié 14/12/2022
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Cet article montre que les nématodes pulmonaires et cardiaques sont sous-estimés alors que ces parasites représentent une grave menace pour de nombreux chats.
Les nématodoses cardiopulmonaires devraient toujours être incluses dans le diagnostic différentiel des maladies respiratoires félines, en particulier si le chat vit dans une zone endémique pour les vers du cœur et du poumon.
Les félidés sauvages et les chats errants jouent un rôle de réservoir important pour la maladie du ver du poumon chez le chat domestique.
Les chats qui chassent risquent d’être infestés par Aelurostrongylus abstrusus et Troglostrongylus brevior en ingérant des hôtes paraténiques hébergeant des larves infectieuses dans les tissus.
Les chats qui vivent en zones endémiques pour la dirofilariose cardiaque canine courent le risque de souffrir de maladies respiratoires associées au ver du cœur et ils devraient recevoir régulièrement un traitement préventif.
Il existe une croyance assez répandue selon laquelle les nématodoses cardiopulmonaires constituent une menace pour les chiens mais que le risque pour les chats serait marginal, les éventuels cas d’infestation n’étant pas cliniquement pertinents. Les vétérinaires sont bien conscients du risque d’angiostrongylose et de dirofilariose, des maladies cardiopulmonaires mortelles chez le chien et endémiques dans de nombreuses régions du monde, mais les chats ne sont pas infestés par Angiostrongylus vasorum. Quant à l’infestation par Dirofilaria immitis, elle est cliniquement beaucoup moins importante chez eux. Cependant, le ver pulmonaire du chat, Aelurostrongylus abstrusus, auparavant jugé rare et peu pathogène, est désormais considéré comme le nématode respiratoire le plus répandu chez les chats domestiques dans le monde. En outre, Troglostrongylus brevior, signalé dans le sud de l’Europe mais associé jusqu’ici aux félidés sauvages, est maintenant reconnu comme une cause importante de bronchopneumonie sévère chez les chatons et les jeunes chats. Enfin, Capillaria aerophila (syn. Eucoleus aerophilus), retrouvé chez les chiens et les carnivores sauvages, est de plus en plus souvent détecté chez les chats. Un bref aperçu des signes cliniques provoqués par les infestations cardiopulmonaires parasitaires félines est présenté dans le Tableau 1.
Tableau 1. Signes cliniques des infestations félines par les vers du cœur et du poumon.
| Parasite | Âge des chats infestés | Localisation des parasites | Signes cliniques |
|---|---|---|---|
| A. abstrusus | Adultes, rarement des chatons | Bronchioles, alvéoles, conduits alvéolaires, nodules sous-pleuraux | Bronchite et pneumonie : toux, éternuements, respiration sifflante ou par la bouche, tachypnée, écoulement nasal mucopurulent |
| T. brevior | Chatons et jeunes adultes | Trachée et bronches |
Bronchite et pneumonie : toux, écoulement nasal abondant, tachypnée, écoulement oculaire, anorexie, déshydratation, hypo- ou hyperthermie, baisse de l’état général et léthargie
|
| C. aerophila | Adultes | Sous-muqueuse de la trachée, des bronches et des bronchioles | Toux, éternuements, tachypnée, essoufflement |
| D. immitis | Jeunes adultes | Artère pulmonaire, ventricule droit | Souvent asymptomatique, possibilité de guérison spontanée ; syndrome pulmonaire grave : toux, léthargie, tachycardie, vomissements, diarrhée, convulsions, collapsus, mort subite |
Des recherches approfondies sur l’épidémiologie et le diagnostic d’A. abstrusus chez les chats domestiques au cours de la dernière décennie ont permis de faire mieux connaître la menace que représente ce parasite. Une hausse du nombre de diagnostics d’aélurostrongylose et l’on ne peut pas affirmer sans équivoque que la prévalence et l’expansion géographique du parasite ont réellement augmenté. A. abstrusus reste cependant le ver pulmonaire le plus répandu dans le monde chez le chat, au point qu’il est souvent appelé « le ver pulmonaire du chat » car il est considéré comme spécifique de l’espèce 1,2,3 L’aélurostrongylose est l’une des maladies parasitaires félines les plus importantes sur le plan clinique car le nématode est endémique dans de nombreux pays, la prévalence pouvant atteindre 35 % (Tableau 2). Une enquête européenne a montré que l’aélurostrongylose menace tous les chats domestiques qui ont un accès régulier à l’extérieur, indépendamment de leur âge, de leur sexe ou de leur situation géographique 4. A. abstrusus peut également infester les félidés sauvages qui s’attaquent aux rongeurs et aux oiseaux, et qui vivent à proximité des chats domestiques3. Ce ver pulmonaire a, par exemple, été identifié en Italie chez des chats sauvages européens (Felis silvestris silvestris) (Figure 1) ; la prévalence était de 62,5 % et il était à l’origine de graves lésions pulmonaires 5.
Tableau 2. Résumé des publications sur la prévalence des parasitoses cardiopulmonaires chez le chat.
| Europe 4,24,25 | Nombre de chats examinés | A. abstrusus | T. brevior | C. aerophila |
|---|---|---|---|---|
| Belgique | 108 | 0,9 % | - | 0,9 % |
| France | 92, 120 | 4,3 % | - | 0,8 % |
| Suisse | 124 | 0,8 % | - | - |
| Italie | 138, 120, 170 | 5-12,9 % | 1,4-14,2 % | 0,6 % |
| Espagne | 200 | 5 % | 3 % | - |
| Portugal | 360 | 4,7 % | - | 0,6 % |
| Grèce | 118 | 8,5 % | - | 4,2 % |
| Hongrie | 120 | 22,5 % | - | - |
| Roumanie | 120 | 14,2 % | - | 6,7 % |
| Bulgarie | 120 | 27,5 % | 10,8 % | 10,8 % |
| Allemagne | 837, 378 | 1,0-6,1 % | - | - |
| Pologne | 716 | 1 % | 0,1 % | - |
| Amérique du Nord 9 | ||||
|---|---|---|---|---|
| États-Unis | 3625 | 2,07 % | - | - |
| Amérique du Sud 26 | ||||
|---|---|---|---|---|
| Colombie | 121 | 0,2 % | - | - |
| Uruguay | 8 | 25 % | - | - |
| Chile | 200 | 10 % | - | - |
| Brésil | ? | 1,3 %, 29,5 % | - | - |
| Argentine | 17 | 35,3 % | - | - |
Figure 1. Le ver pulmonaire a été identifié chez des chats sauvages européens (Felis silvestris silvestris) en Italie.
© Shutterstock
Le nématode adulte est de petite taille (mâles : 5-10 mm ; femelles jusqu’à 10 mm) et très fin (moins de 100 µm soit légèrement plus épais qu’un cheveu). Il siège dans les bronchioles respiratoires, les conduits alvéolaires et les alvéoles mais on le trouve aussi dans des nodules sous-pleuraux du parenchyme pulmonaire 1,3,6. Le cycle de vie est indirect ; les hôtes intermédiaires sont des mollusques terrestres, mais probablement aussi des escargots et des limaces aquatiques. Les amphibiens, les reptiles, les oiseaux et les rongeurs jouent un rôle épidémiologique important car ils deviennent des hôtes paraténiques (réservoirs) lorsqu’ils mangent des mollusques infectés. Les chats s’infestent après avoir ingéré des larves (L3) chez des hôtes paraténiques ou moins fréquemment par ingestion directe de mollusques infectés (Figure 2). La période prépatente dure généralement 35 à 48 jours mais peut aller jusqu’à 63 jours 7. Les vers femelles pondent des œufs qui éclosent dans les conduits alvéolaires ; les larves L1 migrent vers le pharynx et sont ensuite dégluties et éliminées dans les selles. Une fois dans l’environnement, les larves pénètrent dans les escargots ou les limaces où elles se développent en larves L3 infectieuses. L’excrétion des larves dans les selles du chat est surtout intense de 10 à 14 semaines après l’infestation mais elle peut durer plusieurs mois à plus d’un an chez certains animaux 1. L’excrétion des larves peut être intermittente, ce qui les rend difficiles à détecter, l’infestation du chat hôte pouvant durer jusqu’à deux ans 8.
Figure 2. Les chats s’infestent après l’ingestion de larves (L3) chez des hôtes paraténiques ou, moins fréquemment, par ingestion directe de mollusques infectés.
© Shutterstock
La propagation d’A. abstrusus est favorisée par un environnement humide et la proximité de l’eau 9 car les larves L1 survivent jusqu’à 5 mois en milieu humide 8. Pendant l’hiver, les larves L3 peuvent rester chez des escargots terrestres qui hibernent (Helix aspersa) pendant au moins 120 jours, ce qui augmente considérablement la probabilité d’infestation des hôtes paraténiques 6 ; elles peuvent aussi survivre dans des escargots morts pendant environ 3 semaines 8. Des larves L3 ont été trouvées dans le mucus libéré par des escargots infestés et dans l’eau contenant des mollusques infestés morts 10. Chez les hôtes paraténiques, les larves L3 sont viables et capables d’infester un chat pendant au moins 12 semaines 8.
Le mode de vie du chat influence considérablement le risque d’infestation : les animaux qui sortent sont plus susceptibles d’ingérer A. abstrusus et sa prévalence peut atteindre 50 % chez les chats vivant en liberté 1,6. L’âge n’est pas encore un facteur de risque confirmé d’aélurostrongylose mais des études à grande échelle menées dans 12 pays européens ont montré que les infestations étaient le plus souvent diagnostiquées chez des chats âgés de 6 mois à 2 ans 4. Des recherches approfondies menées aux États-Unis ont également suggéré que l’âge est un facteur de risque important ; une étude a montré que 5,15 % des chats âgés de 1 à 12 mois et 0,65 % des chats de plus de 12 mois étaient positifs pour A. abstrusus 9. D’autres études indiquent cependant que ce ver pulmonaire est plus fréquent chez les chats adultes qui sont les meilleurs chasseurs et qui ont donc plus de chances d’ingérer des larves dans les tissus des hôtes paraténiques 1.
A. abstrusus provoque généralement des symptômes légers et un chat infesté peut être asymptomatique ou, si l’infection est sévère, développer des signes de bronchite et de pneumonie1,6,8. Les parasites adultes et l’éclosion des larves L1 provoquent des dommages dans le parenchyme pulmonaire. Les signes cliniques les plus fréquents sont une toux, de légère à intense, des éternuements, une respiration sifflante, une dyspnée, une tachypnée, une respiration abdominale bouche ouverte et un écoulement nasal mucopurulent. L’apathie, la léthargie et la perte de poids sont également décrites 1,8,11. Les décès sont rares mais peuvent survenir dans les cas graves, en particulier chez les chats jeunes, affaiblis ou immunodéprimés 1.
Le diagnostic de l’aélurostrongylose repose sur la détection des larves L1 dans les fèces (Figure 3). La méthode de Baermann est considérée comme la référence car elle est beaucoup plus sensible que la technique classique de flottation 2,6,9,11. Elle fournit également des informations quantitatives sur le niveau d’infestation larvaire, qui est corrélé avec la gravité de la maladie. Il n’est en revanche pas possible de diagnostiquer l’infestation au stade prépatent et, comme l’excrétion larvaire est intermittente, le test doit être fait trois fois pour exclure les résultats faussement négatifs. L’une des principales limites du test de Baermann est qu’il faut 12 à 24 heures pour le réaliser et que l’échantillon fécal doit être frais (ou réfrigéré pendant quelques jours au maximum) pour obtenir des larves mobiles 2. La méthode de flottation est moins sensible 9 et de plus, les larves peuvent s’abîmer dans des solutions saturées 2,6. La méthode Flotac, récemment développée, est une autre option qui permet d’identifier les larves dans des échantillons fécaux fixés ou congelés 1,6. Les larves peuvent également être identifiées à partir de lavages trachéaux mais la bronchoscopie et le lavage broncho-alvéolaire sont des techniques invasives, surtout chez les chats présentant des signes cliniques respiratoires ; elles ne s’appliquent donc pas à la détection des vers pulmonaires 2. L’identification des larves d’A. abstrusus demande de l’expérience ; la longueur des larves ne suffit pas pour les identifier et les différencier de T. brevior. Une caractérisation morphologique et morphométrique complète est donc nécessaire, accompagnée si possible d’une confirmation moléculaire 2,3. La longueur moyenne de L1 est estimée à 300-400 μm mais la fourchette va de 210 à 495 μm, ce qui correspond aux valeurs pour T. brevior (203-521 μm) 2,3,4. La morphologie d’A. abstrusus L1 se caractérise par la section caudale : la queue est en forme de S plié avec des incisures dorsales et ventrales, et une projection terminale en forme de bouton 2,6,12.
Une autre méthode de diagnostic est le test génétique en utilisant, par exemple, la PCR 13. Des tests sérologiques ont été développés pour détecter les anticorps contre A. abstrusus mais des tests rapides à faire en clinique ne sont pas encore commercialisés 2,9.
L’imagerie (radiographie thoracique, tomodensitométrie) sera utilisée lors des investigations préliminaires en cas de suspicion d’inflammation pulmonaire ; elle peut montrer des lésions interstitielles et péribronchiques disséminées. Cependant, il reste nécessaire de confirmer l’étiologie parasitaire et il est conseillé d’identifier précisément le nématode pulmonaire en cause chez le chat 2,6.
Figure 3. Larves L1 de A. abstrusus, vues à côté de kystes de Giardia intestinalis et d’œufs de Toxocara cati.
© Avec l’aimable autorisation du Dr Dawid Jańczak, Laboratoire vétérinaire Animallab, Varsovie
Les options thérapeutiques envisageables pour contrôler une infestation par A. abstrusus sont résumées dans le Tableau 3. Les médicaments contenant de la moxidectine, de l’éprinomectine ou de l’émodepside sont autorisés dans de nombreux pays, avec des posologies variables selon les produits. Au moins un produit spot-on associant l’imidaclopride à 10 % et la moxidectine à 1 % est autorisé en Europe pour des formes adultes d’A. abstrusus chez le chat 2. Une étude récente a montré qu’une administration unique d’un produit topique, à raison de 2 mg/kg de moxidectine et 40 mg/kg de fluralaner, est totalement efficace pour prévenir l’aélurostrongylose pendant au moins 12 semaines chez les chats de 5 à 7 mois 14. Un autre rapport a confirmé que l’administration mensuelle d’un produit spot-on de moxidectine 1 % (1 mg/kg) + imidaclopride 10 % (10 mg/kg) était efficace pour prévenir les lésions pulmonaires et l’infestation patente par A. abstrusus ; pour traiter efficacement et complètement une infestation existante, trois applications à intervalles mensuels sont cependant nécessaires 15.
Tableau 3. Options thérapeutiques pour traiter et prévenir les nématodoses pulmonaires et cardiaques félines.
| Médicament et voie d’administration | A. abstrusus | T. brevior | C. aerophila | D. immitis |
|---|---|---|---|---|
| Émodepside (spot-on) : 2 mg/kg | + | + | +? | - |
| Moxidectine (spot-on) : 2 mg/kg | + | + | + | +P |
| Éprinomectine (spot-on) : 0,5 mg/kg | + | + | + | +P |
| Sélamectine (spot-on) : 6-10 mg/kg | +? | ? | ? | +P |
| Milbemycine oxime (oral) : 2-4 mg/kg | +? | ? | ? | +P |
| Fenbendazole (oral) : 50 mg/kg | + | + | ? | - |
P : uniquement pour prévenir l’infection (traitement larvaire) ; + ? : efficacité basée sur une seule étude/aucune donnée sur l’efficacité
Note : ces médicaments ne sont pas tous autorisés dans tous les pays.
Seules des données préliminaires indiquent que l’oxime de milbémycine et la sélamectine sont efficaces contre A. abstrusus mais les deux molécules présentes dans des médicaments actuellement commercialisés pour les chats se sont révélées efficaces pour stopper l’excrétion des larves et permettre une guérison clinique après une seule administration 2. Le fenbendazole est approuvé dans certains pays pour traiter l’aélurostrongylose et il est efficace à la dose de 50 mg/kg par jour par voie orale, pendant au moins trois jours 2,12, ou de 20-50 mg/kg pendant 5-15 jours 8.
Une grande enquête récente réalisée en Europe a confirmé que T. brevior était la deuxième espèce de ver pulmonaire félin la plus fréquemment détectée : sur 210 chats affectés, 78,1 % étaient infectés par A. abstrusus et 19,5 % par T. brevior 4. La distribution géographique de T. brevior est limitée et il est peu fréquent chez le chat mais il est de plus en plus souvent diagnostiqué et son aire d’extension pourrait être plus large qu’on ne le pensait auparavant (Tableau 2) 4. Le risque de troglostrongylose féline a été reconnu depuis une dizaine d’années, des cas ayant été signalés chez des chats domestiques au sud de l’Europe où le parasite est endémique chez les chats sauvages, considérés comme les hôtes naturels du parasite 3. T. brevior a été trouvé chez des chats en zones méditerranéennes (Italie, Grèce, Albanie, Bulgarie et les principales îles de la Méditerranée) 3,4 mais il a également été signalé chez un chat polonais et chez des chats sauvages en Allemagne et en Roumanie 16. Les cas de troglostrongylose concernent principalement les chatons et les jeunes adultes chez qui, contrairement à l’aélurostrongylose, la maladie est souvent grave et parfois mortelle 2,3. Une étude italienne portant sur 575 chats domestiques a estimé l’infestation par T. brevior des chatons de moins de 6 mois à 18,2 %, versus 3,2 % chez des chats âgés de 6 à 24 mois ; aucune infection n’a été diagnostiquée chez les chats de plus de deux ans 17.
Le cycle de vie de T. brevior est très similaire à celui d’A. abstrusus : il implique des mollusques terrestres comme hôtes intermédiaires, ainsi que des lézards, des oiseaux et des petits mammifères comme hôtes paraténiques. Une étude italienne récente a noté la présence de larves de T. brevior chez l’escargot terrestre Cornu aspersum, ainsi que chez les rats et les lézards 18. Chez le chat, le nématode siège dans les voies respiratoires supérieures (c’est-à-dire la trachée et les bronches) 2,13,17,19. Cette infestation parasitaire se caractérise par la possibilité de transmission verticale de la chatte à sa progéniture ; des T. brevior matures ont été trouvés chez deux chatons de 18 jours qui présentaient des signes cliniques respiratoires sévères, ce qui indique que les larves ont pu être transmises par le colostrum ou le lait de la mère 18. Une infection patente aussi précoce chez les chatons suggère que la transmission transplacentaire ne peut être exclue. Suite à l’infestation expérimentale de chatons de 5-6 mois avec des larves L3 provenant d’hôtes paraténiques, une période prépatente de 24 jours a été récemment identifiée 16.
Comme indiqué précédemment, les animaux les plus sensibles à l’infection par T. brevior sont les chats de moins d’un an ayant accès à l’extérieur 13,17. Les présentations cliniques incluent une bronchite avec un exsudat catarrhal important des voies respiratoires, des éternuements, une toux, une dyspnée, une tachypnée et un écoulement oculaire. D’autres signes non spécifiques, comme l’anorexie, l’hyperthermie ou l’hypothermie, la déshydratation, un mauvais état corporel, l’apathie et la léthargie, sont également rapportés 2,13,19. Chez les chats adultes, l’infestation peut être subclinique ou ne provoquer que des symptômes légers 2.
Jakub Gawor
Chez un chat présentant des signes respiratoires et ayant accès à l’extérieur, la première étape du diagnostic doit consister à faire le test fécal de Baermann pour rechercher les larves L1 13, comme indiqué ci-dessus pour A. abstrusus. Les formes adultes de T. brevior mesurent environ 14 mm de long et 0,4-0,5 mm de large, elles sont donc beaucoup plus larges que A. abstrusus. Dans les zones endémiques du sud de l’Europe, une infestation mixte avec les deux parasites est possible, ce qui aggrave souvent les signes cliniques et entraîne des altérations radiographiques plus importantes que lors de l’infestation par une seule espèce 2.
À l’heure actuelle, la plupart des pays ne disposent que d’un médicament topique contenant de l’éprinomectine pour traiter et prévenir la troglostrongylose féline, avec des administrations mensuelles 2,4,13,20 (Tableau 3). Cependant, une administration unique d’un produit contenant du fipronil, du (S)-méthoprène, de l’éprinomectine et du praziquantel s’est révélée plus efficace chez le chat 4. Une étude contrôlée, menée récemment chez des chatons de 5 à 6 mois, a montré que l’éprinomectine contenue dans le même produit à plusieurs composants inhibait à 100 % le développement des larves et des adultes de T. brevior et prévenait l’apparition de signes cliniques lorsqu’elle était administrée pendant la période prépatente 16. Des essais pilotes menés en conditions naturelles montrent aussi que la moxidectine et l’émodepside semblent donner de bons résultats. Un spot-on de moxidectine à 1 % s’est avéré très efficace pour stopper l’excrétion des larves de T. brevior après une seule administration chez des chats infestés naturellement. Deux applications à deux semaines d’intervalle d’un produit topique contenant de l’émodepside ont été efficaces à 100 % pour réduire les larves fécales et obtenir une guérison clinique 2. Quel que soit l’anthelminthique choisi, un traitement de soutien approprié est essentiel si le parasite provoque une dyspnée sévère chez un chaton ou un jeune chat car le risque de mort subite existe 13.
Avec A. abstrusus, C. aerophila est considérée comme la cause la plus importante d’infestation respiratoire parasitaire chez les félidés 4. C. aerophila a une faible spécificité d’hôte et infeste aussi bien les canidés que les félidés, le renard roux étant considéré comme son principal réservoir. Les nématodes se localisent dans la sous-muqueuse de la trachée, des bronches et des bronchioles ; les femelles pondent des œufs qui sont ensuite expectorés, déglutis et évacués dans les fèces. Ils atteignent le stade infectieux après 30-45 jours. Le cycle de vie est direct, de sorte que les chats s’infestent généralement en ingérant des œufs larvés, mais ils peuvent également être contaminés en consommant des vers de terre, qui agissent comme des hôtes paraténiques 6. Après éclosion dans l’intestin, les larves atteignent les poumons via le système circulatoire, avec une période prépatente d’environ 40 jours. La prévalence de C. aerophila est considérée comme faible chez les chats : elle va de 0,6 à 10,8 % chez les chats européens qui sortent régulièrement (Tableau 2) ; l’infestation concerne surtout des chats âgés de 6 mois à 2 ans 4.
Chez la plupart des chats infectés, C. aerophila provoque une bronchite chronique, dont les signes cliniques comprennent la toux, les éternuements, la dyspnée et la tachypnée. Le diagnostic repose sur le test standard de flottation fécale pour identifier les œufs ; ils ont une forme caractéristique en citron, légèrement asymétrique, avec des bouchons bipolaires (Figure 4). L’excrétion intermittente des œufs rendant le diagnostic difficile, des prélèvements fécaux doivent être examinés pendant trois jours consécutifs. En dehors de cela, il est important de diagnostiquer et de contrôler les infestations félines et canines à C. aerophila en raison de son potentiel zoonotique 6.
Actuellement, seul un médicament topique contenant de la moxidectine à 1 % est autorisé dans certains pays pour traiter la capillariose féline 2,21. Associée au fipronil, au (S)-méthoprène et au praziquantel, l’éprinomectine s’est cependant avérée efficace à 100 % pour traiter les chats infestés naturellement en une seule administration 4 ; dans des essais terrain, l’émodepside semble contrôler le parasite 2.
Figure 4. Œufs de C. aerophila dans un échantillon fécal d’un chat infesté.
© Avec l’aimable autorisation du Dr Dawid Jańczak, Laboratoire vétérinaire Animallab, Varsovie
Les chats qui présentent le risque le plus élevé d’être infestés par A. abstrusus, T. brevior et C. aerophila sont les chats sauvages et errants, ainsi que ceux qui sortent. Empêcher un chat de sortir pour limiter l’accès aux hôtes paraténiques et aux mollusques peut permettre de prévenir l’infestation mais cela n’est pas toujours possible 6,12 et ne respecte pas les règles du bien-être animal. La prévention appropriée des nématodoses pulmonaires félines passe donc par un traitement anthelminthique régulier, comme cela est recommandé pour les chiens et les chats vivant dans les zones endémiques pour les filaires cardiaques. Une administration mensuelle d’émodepside ou de lactone macrocyclique se justifie chez les chats présentant un risque réel d’aéluro- ou de troglostrongylose, ainsi que pour prévenir le développement de lésions pulmonaires chroniques résultant d’une maladie non diagnostiquée 6.
Contrairement aux chiens, les chats sont peu sensibles à l’infection par D. immitis : seuls quelques parasites atteignent l’artère pulmonaire et se développent jusqu’au stade adulte. Le cycle de vie est présenté dans la Figure 5. La période prépatente dure plus longtemps chez le chat (7-9 mois) que chez le chien (6-7 mois), les microfilaires ne se développant que chez 20 à 50 % des chats affectés et durant 1-3 mois. Cela rend difficile la détection des larves dans le sang. Les zones endémiques d’infestation correspondent à celles de la dirofilariose canine (soit les zones tropicales, subtropicales et les zones tempérées adjacentes). En Europe, les cas d’infestation canine à D. immitis sont généralement retrouvés dans les pays méditerranéens mais aussi dans certains pays plus au nord (Allemagne, Autriche, Hongrie, République tchèque, Slovaquie et Pologne) 8,22. Aux États-Unis, la dirofilariose cardiaque est considérée comme au moins régionalement endémique dans les 48 premiers États, ainsi que dans les territoires d’outre-mer et les protectorats (Hawaii, Porto Rico, les îles Vierges américaines et Guam) 23.
Figure 5. Cycle de vie de Dirofilaria immitis.
© Avec l’aimable autorisation de l’ESCCAP
Chez la plupart des chats, l’infestation par les vers du cœur reste longtemps asymptomatique et passe souvent inaperçue ; la guérison spontanée n’est pas rare. Des signes sérieux peuvent apparaître lorsque les filaires juvéniles s’établissent dans l’artère pulmonaire (3-4 mois après l’infestation) ou lorsque la mort naturelle des parasites adultes se produit. Les chats peuvent alors développer une maladie aiguë avec des signes cliniques respiratoires (toux, dyspnée, hémoptysie) et des vomissements. La mort subite survient parfois chez des chats asymptomatiques. La dirofilariose féline est désormais reconnue comme un syndrome pulmonaire important, appelé « Heartworm Associated Respiratory Disease » (HARD), dont les signes cliniques peuvent inclure l’anorexie, la léthargie, la toux, la tachycardie, les vomissements, la diarrhée, la cécité, les convulsions, le collapsus et la mort subite 22. Les localisations ectopiques dues à une migration aberrante des larves dans le système nerveux central, les cavités corporelles ou l’artère fémorale sont rares (mais plus fréquentes que chez le chien) et peuvent provoquer des signes neurologiques (par exemple, cécité, ataxie, parésie) et des hémorragies.
La détection des microfilaires dans le sang (un test diagnostique de base pour l’infestation par le ver du cœur chez le chien) est très difficile. Elle est rarement positive chez le chat parce que la microfilarémie est courte et de faible intensité. L’option la plus fiable consiste à associer plusieurs méthodes de diagnostic, incluant l’imagerie 8. Le test sérologique pour détecter les antigènes de femelles de D. immitis est très spécifique mais un résultat négatif n’exclut pas une infection existante ; de faux négatifs peuvent être obtenus lorsque seuls des vers mâles ou des stades immatures sont présents. Des anticorps anti-D. immitis peuvent être trouvés 2 à 3 mois après l’infestation initiale mais la persistance à long terme des anticorps chez les chats guéris spontanément peut conduire à un taux élevé de faux positifs.
La radiographie thoracique est indiquée au titre du diagnostic et du pronostic, et une échographie cardiaque sera réalisée lors de toute suspicion d’infestation par le ver du cœur chez le chat car sa sensibilité et sa spécificité sont très élevées. L’échographie permet de visualiser directement les parasites dans le ventricule droit et l’artère pulmonaire 22.
Éliminer les vers adultes de D. immitis n’est pas recommandé chez le chat pour plusieurs raisons : d’abord il n’existe aucun médicament autorisé pour l’élimination de D. immitis adulte chez les chats et la mélarsomine (le composé arsenical utilisé pour traiter le ver du cœur canin) n’est pas sûre pour les chats. Ensuite, il existe un risque élevé de thrombo-embolie pulmonaire et de réactions anaphylactiques suite à la mort des filaires cardiaques chez les chats traités. Enfin, la plupart des chats ne présentent pas de signes cliniques d’infestation par les vers du cœur et la guérison est spontanée. Un traitement de soutien (par exemple, la prednisolone) est cependant recommandé pour réduire les conséquences de la détresse respiratoire chez les animaux qui présentent les signes cliniques les plus sévères. Les chats infestés doivent être surveillés (par radiographie thoracique et échocardiographie) et une recherche d’antigènes (et d’anticorps) sera réalisée afin de décider du traitement ultérieur et de vérifier si le chat guérit bien spontanément.
Dans les zones endémiques pour D. immitis, en raison du risque potentiellement mortel de HARD et de l’absence de médicaments adulticides autorisés, un traitement larvaire prophylactique est recommandé (Tableau 3). Il consiste à administrer mensuellement, pendant toute la saison des moustiques, une forme spot-on (sélamectine, moxidectine, eprinomectine) ou orale (oxime de milbémycine) 8. Les chats passant d’une région non endémique à une région endémique seront traités dans les 30 jours suivant leur arrivée dans la zone à risque 22.
La répartition géographique des nématodes pulmonaires félins est régionale, les foyers endémiques étant souvent associés à la présence de félidés sauvages. Dans les populations de chats sauvages et errants, la prévalence peut être élevée, ces animaux servant de réservoir pour les vers parasites des poumons dans certains environnements. Une parasitose pulmonaire doit être suspectée chez les chats souffrant de maladies respiratoires lorsqu’un traitement antibiotique n’apporte aucune amélioration clinique. Pour les chats qui chassent et ont régulièrement accès à l’extérieur, un prélèvement fécal sera réalisé s’ils présentent des signes respiratoires aigus ou chronique, afin de dépister la présence des vers du poumons. Le pronostic sera principalement basé sur l’examen physique et la gravité des signes cliniques. Enfin, il est prudent de rappeler qu’il est important de détecter les chats porteurs de C. aerophila car il s’agit d’un parasite zoonotique qui peut provoquer une maladie pulmonaire grave chez l’Homme.
Elsheikha HM, Schnyder M, Traversa D, et al. Updates on feline aelurostrongylosis and research priorities for the next decade. Parasit. Vectors 2016;9:389.
Morelli S, Diakou A, Colombo M, et al. Cat respiratory nematodes: current knowledge, novel data and warranted studies on clinical features, treatment and control. Pathogens 2021;10:454.
Traversa D, Morelli S, Di Cesare A, et al. Felid cardiopulmonary nematodes: dilemmas solved and new questions posed. Pathogens 2021;10:30.
Giannelli A, Capelli G, Joachim A, et al. Lungworms and gastrointestinal parasites of domestic cats: a European perspective. Int. J. Parasitol. 2017;47:517-528.
Veronesi F, Traversa D, Lepri E, et al. Occurrence of cardio-pulmonary nematodes in European wildcats (Felis silvestris silvestris) from Italy. J. Wildl. Dis. 2016;52:270-278.
Pennisi MG, Hartmann K, Addie DD, et al. Lungworm disease in cats. ABCD guidelines on prevention and management. J. Feline Med. Surg. 2015;17:626-636.
Schnyder M, Di Cesare A, Basso W, et al. Clinical, laboratory and pathological findings in cats experimentally infected with Aelurostrongylus abstrusus. Parasitol. Res. 2014;113:1425-1433.
Schnyder M, Rehbein S, Deplazes P. Parasitosen. In: Lutz H, Kohn B, Forterre F (eds). Krankheiten der Katze. Stuttgart, Georg Thieme Velag KG. 2019;439-475.
Carruth AJ, Buch JS, Braff JC, et al. Distribution of the feline lungworm Aelurostrongylus abstrusus in the USA based on fecal testing. J. Feline Med. Surgery Open Rep. 2019;5(2):2055116919869053.
Giannelli A, Colella V, Abramo F, et al. Release of lungworm larvae from snails in the environment: potential for alternative transmission pathways. PLoS Negl. Trop. Dis. 2015;9;e0003722.
Traversa D, Di Cesare A. Diagnosis and management of lungworm infections in cats: cornerstones, dilemmas and new avenues. J. Feline Med. Surg. 2016;18;7-20.
Wright I. Is feline lungworm infection underestimated in the UK? Improve Veterinary Practice 2019. www.veterinary-practice.com/article/is-feline-lungworm-infection-underestimated-in-the-uk Accessed 27th Feb 2022.
Crisi PE, Di Cesare A, Boari A. Feline troglostrongylosis: current epizootiology, clinical features, and therapeutic options. Front. Vet. Sci. 2018;5:1-7.
Raue K, Rohdich N, Hauck D, et al. Efficacy of Bravecto Plus spot-on solution for cats (280 mg/mL fluralaner and 14 mg/mL moxidectin) for the prevention of aelurostrongylosis in experimentally infected cats. Parasit. Vectors 2021;14:110.
Heuer L, Petry G, Pollmeier M, et al. Efficacy of imidacloprid 10% / moxidectin 1% spot-on formulation (Advocate®) in the prevention and treatment of feline aelurostrongylosis. Parasit. Vectors 2020;13:65.
Knaus M, Visser M, Mayr S, et al. Efficacy of a topical combination of eprinomectin, praziquantel, fiproni and (S)-methoprene against developing and adult Troglostrongylus brevior lungworms (Nematoda, Crenosomatidae) in cats. Vet. Parasitol. 2020;X4:100032.
Cavalera MA, Iatta R, Colella V, et al. Troglostrongylus brevior: a feline lungworm of pediatric concern. Vet. Parasitol. 2018;253:8-11.
Bezerra-Santos MA, Mendoza-Roldan JA, Abramo F, et al. Transmammary transmission of Troglostrongylus brevior feline lungworm: a lesson from our gardens. Vet. Parasitol. 2020;285:109215
Giannelli A, Passantino G, Nascimento Ramos RA, et al. Pathological and histological findings associated with the feline lungworm Troglostrongylus brevior. Vet. Parasitol. 2014;204:416-419.
Giannelli A, Brianti E, Varcasia A, et al. Efficacy of Broadline spot-on against Aelurostrongylus abstrusus and Troglostrongylus brevior lungworms in naturally infected cats from Italy. Vet. Parasitol. 2015;209:273-277.
Di Cesare A, Veronesi F, Capelli G, et al. Evaluation of the efficacy and safety of an imidacloprid 10% / moxidectin 1% spot-on formulation (Advocate®, Advantage®Multi) in cats naturally infected with Capillaria aerophila. Parasitol. Res. 2017;116:55-S64.
ESCCAP Guideline 5: Control of Vector-Borne Diseases in Dogs and Cats. www.esccap.org/guidelines/gl5/. Accessed 27th Feb 2022.
American Heartworm Society. Current Feline Guidelines for the Prevention, Diagnosis, and Management of Heartworm (Dirofilaria immitis) Infection in Cats. 2014.
Barutzki D, Schaper R. Occurrence and regional distribution of Aelurostrongylus abstrusus in cats in Germany. Parasitol. Res. 2013;112:855-861.
Szczepaniak K, Leśniak P, Studzińska M, et al. Occurrence of larvae of Metastrongyloidea in faeces of cats from southeastern Poland. Med. Weter. 2019;75:605-608.
Penagos-Tabares F, Lange MK, Chaparro-Gutiérrez JJ, et al. Angiostrongylus vasorum and Aelurostrongylus abstrusus: Neglected and underestimated parasites in South America. Parasit. Vectors 2018;11:208.
Jakub Gawor
Le Dr Gawor est diplômé de la faculté de médecine vétérinaire de Varsovie depuis 1983 En savoir plus
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