Revista veterinaria científica internacional para el profesional de los animales de compañía
Veterinary Focus

Número de edición 33.1 Sistema Gastrointestinal

Trasplante de microbiota fecal en trastornos gastrointestinales

Fecha de publicación 28/06/2023

Escrito por Linda Toresson

Disponible también en Français , Deutsch , Italiano , Português , English y 한국어

El trasplante de microbiota fecal se está empezando a considerar como una opción terapéutica viable para perros con diversos problemas gastrointestinales agudos y crónicos, tal y como lo explica Linda Toresson en este artículo.

Administración de un TMF con el perro colocado en estación

Puntos clave

El trasplante de microbiota fecal (TMF) se puede utilizar para mejorar el microbioma intestinal de un individuo y está indicado en diversos trastornos gastrointestinales.


El TMF es un tratamiento complementario eficaz en cachorros con parvovirosis y también parece dar buenos resultados en algunos perros con enteropatías crónicas que no responden a otros tratamientos.


Actualmente la experiencia del TMF en gatos es muy limitada.


En veterinaria no hay protocolos basados en la evidencia sobre cómo utilizar el TMF, pero actualmente se están elaborando unas directrices a nivel internacional.


Introducción

El trasplante de microbiota fecal (TMF) es una técnica que consiste en transferir el microbioma intestinal de un donante sano a un receptor enfermo con el objetivo de mejorar su microbioma y disminuir la gravedad de la enfermedad. Aunque en el año 320 d.C. ya se mencionaba en un libro de medicina de urgencias de China, esta técnica apenas se ha utilizado en la medicina tradicional hasta principios de este siglo, cuando los conocimientos sobre el microbioma y la disbiosis intestinal han experimentado un gran avance. En medicina humana, la indicación más frecuente para utilizar el TMF es, con diferencia, el manejo de los trastornos gastrointestinales (GI), pero se han realizado numerosos estudios sobre su uso en otras indicaciones, como los trastornos hepáticos, el síndrome metabólico, el tratamiento de infecciones por bacterias resistentes a los antibióticos, los trastornos psiquiátricos y la obesidad 1,2. En medicina veterinaria, se ha demostrado que el TMF es beneficioso en cachorros con enteritis por parvovirus 3 y también parece ser una técnica prometedora en perros con diarrea crónica 4,5. Sin embargo, hasta la fecha de escribir este artículo, solo se dispone de la publicación del caso de un gato 6. Actualmente no hay consenso ni existen directrices basadas en la evidencia sobre la selección de donantes, la dosificación del TMF o el protocolo más adecuado, pero recientemente se ha formado un grupo de expertos internacionales (el consorcio del Banco Fecal de Animales de Compañía) para elaborar dichas directrices y se espera que los resultados preliminares estén disponibles este año. A pesar de la falta de consenso, el TMF se considera un tratamiento bastante seguro en perros con trastornos GI agudos o crónicos y con el potencial de disminuir la gravedad de la enfermedad en muchos casos. En este artículo se revisa la información disponible sobre el uso del TMF en perros con trastornos GI, se describe el procedimiento y se comentan algunos casos clínicos.

El TMF en trastornos GI

Como ya se ha mencionado antes, el efecto beneficioso del TMF se ha demostrado en diversos estudios. En un estudio clínico controlado y aleatorizado se analizaron los datos de 66 cachorros con enteritis por parvovirus 3, procedentes de dos hospitales veterinarios, en donde el grupo control recibió únicamente el tratamiento “estándar” y otro grupo recibió el mismo tratamiento junto con un TMF. El TMF redujo significativamente el periodo de hospitalización y el tiempo de recuperación (mediana de 3 días frente a 6 días en el grupo de control), y la supervivencia fue mayor en los perros que recibieron un TMF (26/33, 79%) que en el grupo control (21/33, 64%), aunque esta diferencia no fue estadísticamente significativa. En otro estudio en 18 perros con diarrea aguda, un grupo recibió únicamente un TMF en el momento de la presentación, mientras que otro grupo recibió un tratamiento con metronidazol, obteniéndose la misma puntuación fecal transcurridos 7 días. A los 28 días, la consistencia fecal fue significativamente mejor en el grupo que recibió un TMF, en comparación con el grupo tratado con metronidazol 7. Además, el día 28 se observó que el TMF había ayudado a restaurar el microbioma intestinal a niveles saludables, mientras que los perros tratados con metronidazol presentaron una disbiosis significativa, respecto a los perros que recibieron el TMF y los perros sanos. Sin embargo, en un estudio piloto a pequeña escala con 8 perros con diarrea hemorrágica aguda, no se observó ningún beneficio clínico en los perros que recibieron un TMF en comparación con el grupo placebo 8.

Con respecto a los perros con diarrea crónica y/o enteropatía crónica, se han publicado estudios de series de casos, así como el reporte de un caso y dos abstracts científicos, que demuestran el éxito del tratamiento con el TMF 4,5,9,10. En el estudio de series de casos, se incluyeron 9 perros con enfermedad inflamatoria intestinal (EII) refractaria, sin respuesta a la dieta de eliminación, al tratamiento con antibióticos, corticosteroides o ciclosporina 4. Tras realizar el TMF se observó una disminución significativa en el índice de actividad de la enfermedad inflamatoria intestinal canina (CIBDAI 11 – Recuadro 1)) en todos los perros, así como un aumento significativo de la cantidad de Fusobacterium spp. en las heces. Antes del TMF, 7 de los 9 perros presentaron en las heces una menor concentración de Fusobacterium spp. que en los perros donantes. Las bacterias del género Fusobacterium son productoras de ácidos grasos de cadena corta (AGCC) y un componente importante del microbioma intestinal del perro sano, mientras que en perros con enteropatías crónicas es muy frecuente la disbiosis y la disminución de bacterias intestinales productoras de AGCC (Recuadro 2) 12. En un estudio con 16 perros con diarrea crónica y disbiosis, a los que se les realizó un TMF, se observó una mejora significativa en el índice de disbiosis fecal* una semana después del tratamiento 10. El estudio retrospectivo en el que se basan los abstracts científicos 5,9 se analiza con más detalle en el siguiente apartado.

Recuadro 1. Sistema de puntuación del CIBDAI. Se puntúan seis parámetros, cada uno de 0 a 3, donde 0 = normal, 1 = alteración leve, 2 = alteración moderada y 3 = alteración grave. Las puntuaciones se suman para obtener el índice CIBDAI.

  • Actitud/actividad
  • Apetito
  • Vómitos
  • Consistencia de las heces
  • Frecuencia de defecación
  • Pérdida de peso
La puntuación global indica el grado de EII presente;
0-3 4-5 6-8 9 o superior
Enfermedad clínicamente insignificante EII leve EII moderada EII grave

 

Recuadro 2. ¿Qué son los AGCC?

Las bacterias Faecalibacterium, Fusobacterium, Blautia y Turicibacter son importantes productoras de ácidos grasos de cadena corta (AGCC). Los AGCC pueden tener un efecto antiinflamatorio en el intestino, proporcionar energía a los colonocitos, mejorar la función de barrera epitelial y las uniones estrechas, y contribuir a la motilidad intestinal normal. La cantidad de bacterias intestinales productoras de AGCC, así como de Clostridium hiranonis (que convierte los ácidos biliares primarios en ácidos biliares secundarios en el intestino), suele estar disminuida en perros con enteropatías crónicas 12.

 

Hay muy poca información disponible sobre el uso del TMF en gatos (Figura 1); actualmente solo se ha descrito el caso de un gato con colitis ulcerosa no reactiva que respondió a TMF 6.

Gata Bosque de Noruega, esterilizada, de 5,5 años de edad
Figura 1. Gata Bosque de Noruega, esterilizada, de 5,5 años de edad, con enteropatía crónica parcialmente refractaria que mostró una notable mejoría en la calidad fecal tras tres trasplantes de microbiota fecal (TMF) administrados con un intervalo de 10-14 días entre uno y otro.
© Linda Toresson

El TMF en enteropatías crónicas que no responden al tratamiento

En un estudio se ha demostrado la eficacia del TMF en perros con enteropatía crónica (EC). En dicho estudio se revisaron retrospectivamente los datos de una cohorte de 36 perros (de 0,6 a 13 años de edad, mediana de 6,3) con EC a los que se les realizó un TMF, como tratamiento complementario, en el hospital de la autora entre el 2019 y el 2021 5. Los perros incluidos en el estudio no respondieron previamente, o la respuesta fue mala, al tratamiento estándar basado en la evidencia y para su inclusión tenían que haber pasado un periodo de seguimiento de al menos 3 meses tras el TMF. Los criterios de exclusión fueron (i) el aumento de dosis de cualquier fármaco utilizado para el tratamiento de mantenimiento durante el periodo de revisión (ii) la presencia de parásitos intestinales, o (iii) el inicio de un nuevo tratamiento inmunosupresor o una nueva dieta de forma paralela al TMF. El TMF se realizó siguiendo el mismo protocolo estandarizado para todos los perros y con dos perros donantes diferentes, ambos con un índice de disbiosis* inferior a -2 (normobiosis) 12.

Los 36 perros recibieron tratamiento para la EC durante 1-110 meses (mediana de 21 meses) en el momento de la inclusión y los principales motivos de preocupación durante el tratamiento fueron la diarrea refractaria (28/36), la letargia (15/36) y varios efectos secundarios de los fármacos (10/36). A 34 perros se les administraron corticosteroides en el momento de la inclusión y 20 recibieron fármacos inmunosupresores de segunda línea, incluyendo micofenolato, clorambucilo, ciclosporina o azatioprina. Respecto a la dieta, 26 perros recibieron una dieta hidrolizada, 8 una dieta con una única fuente de proteína y 2 una dieta “intestinal” altamente digestible.

De los 36 perros, 34 perros recibieron entre 2 y 5 TMF y la mayoría de ellos (26) recibió 3 TMF. Los otros 2 perros, ambos no respondedores, recibieron un TMF cada uno. Se observó una mejoría clínica basada en el CIBDAI en el 75% de los perros (27/36) tras el TMF y las mejoras que con más frecuencia se indicaron fueron el aumento del nivel de actividad (20/36), la mejor puntuación fecal (19/36) y el aumento de peso y/o del apetito (10/36). En este último grupo de perros, antes del TMF, se observó una pérdida de apetito y/o una puntuación de la condición corporal (PCC) inferior a la normal. En 6/36 perros, la dosis de mantenimiento con corticosteroides se pudo reducir más de lo que había sido posible antes del TMF. En un perro, que previamente tuvo episodios frecuentes de diarrea y solo respondió a la tilosina, no fue necesaria la administración de antibióticos durante 21 meses tras el tercer TMF (caso 2# del siguiente apartado), y en otro perro, que previamente fue tratado con metronidazol e inmunomoduladores, se pudo suprimir el tratamiento con metronidazol tras el TMF.

El CIBDAI en el momento de la inclusión fue de 2-17 (mediana 6) y disminuyó significativamente hasta 1-9 (mediana 2) durante el primer mes tras el último TMF. Se obtuvieron muestras fecales para determinar el índice de disbiosis* (intervalo de referencia ≤ 0) de 23 perros en el momento de la inclusión. Los perros que no respondieron al TMF presentaron un índice significativamente más elevado en comparación con los que respondieron bien en el momento de la inclusión. Se ha demostrado que el índice de disbiosis elevado está correlacionado con una menor diversidad microbiana y menor presencia de taxones bacterianos. En las personas, una baja diversidad microbiana antes del TMF es un factor pronóstico negativo para la respuesta al TMF 13). Los efectos secundarios fueron leves y poco frecuentes; 6/36 perros (3 respondedores y 3 no respondedores) presentaron diarrea en las 48 horas posteriores al TMF y en dos de estos perros también se observaron signos clínicos de dolor abdominal o rectal en las 24 horas posteriores al TMF. No obstante, todos los efectos secundarios fueron autolimitados.

Este estudio tiene varias limitaciones. Se trata de un estudio retrospectivo en el que no se hizo un seguimiento del microbioma ni del metaboloma a lo largo del tiempo y no se incluyó ningún grupo control. No obstante, los resultados sugieren que el TMF se puede utilizar como tratamiento complementario en perros con EC poco respondedoras.

Linda Toresson

El TMF se considera un tratamiento bastante seguro en perros con trastornos GI agudos o crónicos, y tiene el potencial de disminuir la gravedad de la enfermedad en muchos casos.

Linda Toresson

Técnica del TMF

Como ya se ha mencionado antes, actualmente no hay consenso ni unas directrices basadas en la evidencia sobre la selección de donantes o el mejor protocolo para el TMF 14. Las siguientes recomendaciones se basan en la experiencia clínica personal de la autora y en estudios recientes 5,7.

Selección de donantes

El donante debe ser un animal clínicamente sano, con una PCC normal y una puntuación CIBDAI de 0-3 (sin signos clínicos de enfermedad GI crónica) 11; esencialmente, el objetivo es encontrar un donante con abundante microbiota beneficiosa y sin patógenos fecales potenciales. Además, el animal no debe consumir alimentos crudos, no debe recibir ningún tratamiento farmacológico a largo plazo y no debe haber recibido antibióticos durante los últimos 6 meses como mínimo, preferiblemente más tiempo. En el caso de los gatos, es preferible que los donantes no tengan acceso al exterior para evitar la exposición a parásitos de pequeños roedores, etc. En todos los donantes potenciales se debe descartar la presencia de parásitos intestinales, incluyendo Giardia intestinalis. Para garantizar una cantidad elevada de microorganismos beneficiosos, como las bacterias productoras de AGCC y Clostridium hiranonis, se debe realizar un cribado de los posibles donantes determinando el índice de disbiosis* canina o felina 12. Además, en el hospital de la autora, los perros elegidos como donantes fecales también están libres de Salmonella spp., Campylobacter jejuni, Clostridioides difficile y de Clostridium enterotoxigénico, incluyendo la toxina netF de Clostridium perfringens. No obstante, es posible que no sea necesario realizar un cribado tan exhaustivo y, probablemente, lo más importante en la selección del donante sea descartar la presencia de parásitos intestinales y garantizar unos niveles elevados de microorganismos beneficiosos, ya que, en medicina humana, la composición microbiana y la diversidad del trasplante del donante son vitales para el éxito del tratamiento de la colitis ulcerosa 13. Además, los receptores con una buena respuesta al TMF presentaron una mayor diversidad microbiana fecal, tanto antes como después del TMF, en comparación con los no respondedores, así como mayores niveles fecales de AGCC y de ácidos biliares secundarios, después del TMF.

Dosificación y procedimiento del TMF

La cantidad de heces que se utiliza en el TMF en perros puede variar considerablemente 14. La autora actualmente utiliza 5 g de heces del donante por kg de peso corporal (PC) del receptor para gatos y perros de hasta 30 kg; para perros receptores de más de 30 kg, utiliza 2-3 g de heces por kg de PC. Esta es una cantidad relativamente elevada, pero es la que se ha asociado con buenos resultados en la mayoría de los perros con EC 5. Durante las 6 horas previas al TMF el perro receptor debe estar en ayunas, pero puede beber, y justo antes del procedimiento se le debe dar un paseo de 30-40 minutos para que pueda defecar. Se puede administrar una dosis baja de acepromacina (0,1 mg/kg SC) 15 minutos antes del trasplante, a menos que esté contraindicado; aunque algunos veterinarios no lo administran cuando el receptor está tranquilo, su uso facilita que el perro se relaje y descanse después del procedimiento, prolongando el tiempo de contacto entre el material trasplantado y la mucosa del colon. Según la experiencia de la autora, los gatos deben estar completamente sedados antes del TMF.

El trasplante fecal se puede administrar a través del tracto GI superior o inferior. En las personas, la vía de administración no parece afectar al resultado del TMF en los trastornos GI en los que está indicado (infección recurrente por Clostridioides difficile, colitis ulcerosa y enfermedad de Crohn) 15,16,17, pero en los perros, según los casos publicados, la vía rectal es con diferencia la más utilizada, ya sea mediante un enema de retención o por colonoscopia.

Se pueden utilizar heces frescas o congeladas, descongelándolas la noche anterior en la nevera (en personas con infección recurrente o refractaria por Clostridioides difficile, el TMF ha demostrado ser tan eficaz con heces congeladas como con heces frescas 18). Las heces se deben licuar y mezclar con solución salina estéril (20-120 ml) hasta conseguir una textura deseable y, posteriormente, se filtra la mezcla con un colador. Después, el filtrado se aspira con una jeringa estéril de 60 ml, se puede dejar a temperatura ambiente o calentar al baño maría para alcanzar la temperatura corporal, ya que al receptor le puede resultar muy molesto la transferencia de un gran volumen directamente de la nevera. El trasplante se administra por vía rectal utilizando un catéter de 12-16 FG 7. El catéter debe estar bien lubricado antes de su inserción y su extremo debe llegar hasta aproximadamente la altura de la última costilla (Figura 2). El TMF se puede administrar con el perro en estación, en decúbito esternal o lateral (Figura 3). Se debe indicar al cuidador que el perro realice el mínimo ejercicio físico posible durante las siguientes 4-6 horas para aumentar así el tiempo de contacto entre la mucosa intestinal y las heces trasplantadas. También se debe mantener al perro en ayunas durante el mismo periodo, ya que la presencia de alimento en el estómago estimula las contracciones del colon. En el hospital de la autora, el protocolo estándar (Recuadro 3) es que los perros con EC reciban tres TMF en serie, con un intervalo de 10-20 días entre cada uno, ya que la experiencia ha demostrado que, en muchos perros, con un solo trasplante no se consiguen reducir los signos clínicos o su efecto no es lo suficientemente duradero. No obstante, si tras dos TMF no se observan efectos beneficiosos, no se administrará un tercero 5.

Recuadro 3. Protocolo preferido de la autora para el TMF.

  1. Se utilizan heces frescas o congeladas (una vez descongeladas): 5 g/kg PC para perros de hasta 30 kg, perros >30 kg 2-3 g/kg de PC.
  2. Se elimina la hierba visible, etc., y se mezclan las heces con solución salina hasta obtener una textura adecuada.
  3. Se filtra la mezcla con un colador y se aspira con una jeringa de 60 ml.
  4. El receptor debe pasear durante 30 minutos antes del trasplante y debe mantenerse en ayunas 6-8 horas antes del procedimiento.
  5. Opcionalmente se puede administrar acepromacina a dosis bajas.
  6. Se mide el catéter desde su extremo hasta el nivel de la última costilla.
  7. Tras lubricar el catéter se inserta y se realiza el trasplante.
  8. Se recomienda al cuidador que conduzca despacio en el trayecto a su casa, y no pasear al perro ni darle nada de comida durante las siguientes horas.
Antes de insertar el catéter rectal se debe medir su longitud
Figura 2. Antes de insertar el catéter rectal se debe medir su longitud; el extremo del catéter debe llegar hasta el nivel de la última costilla.
© Linda Toresson
Administración de un TMF con el perro colocado en estación
Figura 3. Administración de un TMF con el perro colocado en estación. Nótese cómo no hace falta sujetar al perro, puesto que la mayoría de ellos toleran muy bien el procedimiento.
© Linda Toresson

Caso 1# – “Alma”

Alma (Figura 4) es una perra Golden Retriever, esterilizada, que a los 3 años de edad desarrolló una EC que respondía a los esteroides. A los 5 años de edad se le administró una dosis de mantenimiento de metilprednisolona oral (0,4 mg/kg a días alternos) y una dieta con proteína hidrolizada de soja. Con este tratamiento los signos clínicos de EC se controlaron hasta cierto punto, pero seguía presentando letargia, signos de dolor abdominal, vómitos ocasionales, diarrea y una PCC de 3,5/9 (un 15% por debajo de la ideal) con atrofia muscular de leve a moderada. En varias ocasiones se intentó disminuir la dosis de metilprednisolona, pero entonces, los signos clínicos empeoraban. Se inició un tratamiento con micofenolato como inmunosupresor complementario, pero esto no permitió reducir la dosis de metilprednisolona. El cuidador accedió a probar el TMF como tratamiento complementario y se realizaron tres TMF en forma de enema de retención rectal con un intervalo de 10-14 días entre uno y otro. La respuesta clínica de Alma fue muy positiva y rápida; estaba mucho más activa y alerta, jugaba más con otros perros y engordó 2 kg, lo que permitió reducir gradualmente la dosis de metilprednisolona a 0,2 mg/kg a días alternos. En los análisis fecales iniciales de Alma se observó un índice de disbiosis* de -1,2 (normobiosis), pero con alteraciones significativas en el perfil de lípidos fecales, incluyendo esteroles y ácidos grasos, siendo la alteración más llamativa, la concentración fecal de coprostanol 24 veces superior a la de un perro normal. En la luz intestinal, el colesterol se metaboliza en coprostanol por la acción de bacterias intestinales y este compuesto se absorbe mal en el intestino 19. Por tanto, la conversión del colesterol en coprostanol en Alma era exagerada. Dos semanas después del primer TMF, el perfil de lípidos fecales se normalizó, lo que se correlacionó con la normalización de la PCC. Los efectos positivos del TMF duraron 7 meses, pero después, Alma volvió a presentar letargia y pérdida de peso; sin embargo, al realizar una segunda serie de TMF y aumentar temporalmente la dosis de metilprednisolona, los signos clínicos se resolvieron.

Golden Retriever hembra, esterilizada, de 6 años de edad
Figura 4. Golden Retriever hembra, esterilizada, de 6 años de edad que evoluciona favorablemente en la revisión tras la segunda serie de TMF.
© Linda Toresson

Caso 2# – “Moltas”

Moltas es un Pastor Alemán, macho, no castrado, que durante toda su vida ha presentado diarrea crónica parcialmente refractaria. También padece dermatitis atópica, pioderma recurrente y otitis crónica. Al año y medio de edad, estaba bastante estable desde el punto de vista clínico con un tratamiento diario de prednisolona a dosis altas, pero su PCC era de 3/9 y al disminuir progresivamente la dosis de prednisolona, los signos clínicos empeoraron. No se obtuvo respuesta al tratamiento con azatioprina y se probaron numerosas dietas, incluyendo una dieta altamente digestible y dos dietas diferentes con una única fuente de proteínas, sin éxito. En los episodios más graves de diarrea, Moltas respondió a la tilosina o al metronidazol y fue entonces cuando se le remitió el caso a la autora. Se le empezó a administrar una dieta con proteína nóvel hidrolizada y ciclosporina, que tuvo cierto efecto, lo que permitió reducir ligeramente la dosis de prednisolona. A los 2,5 años de edad se sustituyó la ciclosporina por el clorambucilo, consiguiéndose una mejoría clínica y un aumento de peso hasta alcanzar una PCC normal. Durante el tratamiento con clorambucilo, la prednisolona se sustituyó por budesonida (3 mg a días alternos), reduciéndose los efectos secundarios. Moltas también recibió un tratamiento para los problemas cutáneos mediante inmunoterapia alérgeno-específica, baños con clorhexidina dos veces a la semana y 4 mg de metilprednisolona a días alternos como dosis de mantenimiento. Durante los 2,5 años siguientes, Moltas se mantuvo relativamente estable, pero con episodios de diarrea cada pocos meses. Los episodios leves se podían controlar aumentando temporalmente la dosis de budesonida (3 mg al día durante 3-10 días). Los episodios más graves tenían lugar cada 6 meses aproximadamente y no respondían a la inmunosupresión, por lo que se prescribió tilosina (25 mg/kg cada 24 h durante 7 días). A los 5 años de edad, los signos GI empeoraron, produciéndose reagudizaciones de la diarrea mensualmente junto con regurgitación y letargia. Debido a esto el tratamiento se intensificó y se administraron con más frecuencia las dosis de tilosina junto con budesonida (3 mg a días alternos), metilprednisolona (4 mg a días alternos), clorambucilo (3 mg EOD) y cobalamina (1 mg por vía oral una vez a la semana).

El examen clínico reveló la presencia de dolor abdominal a la palpación. La bioquímica sérica reveló una hipoalbuminemia leve (28 g/l; intervalo de referencia 30-45 g/l) y una disminución leve-moderada de las proteínas totales (51 g/l; intervalo de referencia 61-75 g/l). En la última revisión que se realizó seis meses antes, estos parámetros estaban dentro del intervalo de referencia. La concentración sérica de cobalamina también había disminuido significativamente 221 pmol/l (intervalo de referencia 180-708 pmol/l), a pesar del tratamiento semanal de mantenimiento. Las muestras de heces fueron negativas a los parásitos intestinales.

Se instauró un tratamiento con 1 mg de cobalamina a días alternos y tres TMF, en forma de enemas rectales de retención, con un intervalo de 14 días entre uno y otro. Tras el primer TMF, los episodios de regurgitación cesaron y, con el segundo TMF, mejoró la calidad de las heces y Moltas se volvió más activa (Figura 5). Con el tercer TMF, se detuvo la diarrea y no se observaron signos de dolor abdominal a la palpación. Además, las concentraciones séricas de albúmina y proteínas totales aumentaron y se normalizaron. Durante los 21 meses siguientes, Moltas estuvo mucho más estable, aunque presentó episodios de diarrea cada tres meses, de 1-2 días de duración y autolimitados. Después de esos 21 meses, la calidad fecal fue empeorando progresivamente y tuvo lugar un episodio grave. Se aumentó la dosis de corticosteroides, pero su efecto fue limitado y, de nuevo, se instauró el tratamiento con tilosina durante una semana, seguido de una segunda serie de 3 TMF, obteniendo el mismo efecto positivo que el primer tratamiento.

Pastor Alemán, macho, no castrado, de 5 años de edad con diarrea parcialmente refractaria
Figura 5. Pastor Alemán, macho, no castrado, de 5 años de edad con diarrea parcialmente refractaria. Tras el segundo TMF, la calidad fecal mejoró y el perro se volvió mucho más activo y con ganas de jugar.
© Linda Toresson

Caso 3# – “Harold”

Harold es un Bulldog Francés, macho, no castrado, (Figura 6) que tuvo una infección persistente por Giardia intestinalis durante la etapa de cachorro y adulto joven. La infección se resolvió, pero Harold siguió con diarrea, melena y pérdida de peso. Cuando Harold tenía 1 año de edad, el veterinario que remitió el caso instauró un tratamiento con metronidazol y corticosteroides, produciéndose únicamente una mejoría marginal, y realizó biopsias quirúrgicas de espesor total del intestino delgado y del colon. El diagnóstico histopatológico fue de colitis granulomatosa y enteritis linfoplasmocitaria moderada con una dilatación moderada de los vasos linfáticos. La incorporación de sulfasalacina al tratamiento no tuvo ningún efecto, por lo que Harold fue remitido al servicio de gastroenterología del hospital de la autora con un año y medio de edad. En ese momento presentaba una leve letargia y una PCC de 3/9. Se inició un tratamiento para la colitis granulomatosa con enrofloxacina durante 6 semanas y rápidamente se resolvieron los signos clínicos y se produjo un aumento de peso. En la primera revisión nada más finalizar el tratamiento, Harold no presentó ningún signo clínico y su PCC fue de 4/9. Sin embargo, 3 semanas después, Harold volvió a presentar diarrea (predominantemente colitis) y vómitos. Cuando se obtuvieron las muestras de biopsia no se realizó el cultivo con antibiograma, por lo que se desconocía si Harold tenía E. coli multirresistente antes del tratamiento con enrofloxacina. La resistencia a las fluoroquinolonas se desarrolla rápidamente durante el tratamiento, por lo que ahora era muy probable que E. coli multirresistente formara parte de su microbioma intestinal 20. En perros de raza Bóxer con colitis granulomatosa, se ha demostrado que la presencia de E. coli resistente a las fluoroquinolonas está asociada con la falta de una respuesta completa al tratamiento con enrofloxacina, así como a una resistencia antimicrobiana concurrente al cloranfenicol, la rifampicina y el trimetoprim-sulfa 20, y en muchos casos, la multirresistencia a fármacos y el fracaso del tratamiento suelen conducir a la eutanasia del perro. Se ha descrito el uso de carbapenem, como antibiótico alternativo, en perros con colitis granulomatosa y E. coli resistente a las fluoroquinolonas21, pero en medicina humana es una clase de antibióticos de importancia crítica y su uso en medicina veterinaria está prohibido en muchos países.

En ese momento, el cuidador accedió a probar con el TMF. El primer trasplante fue seguido de 2-3 días de flatulencias, heces malolientes y vómitos leves, y aunque la calidad fecal mejoró ligeramente, la diarrea reapareció a los 14 días. A los 16 días del primer TMF se realizó el segundo y, de nuevo, durante los 2-3 días siguientes, se observaron los signos clínicos como los del primero, pero esta vez, la mejoría de la calidad fecal fue más marcada. En este momento, también se empezó a administrar a Harold un probiótico multicepas. Después del tercer TMF, no se observaron efectos secundarios, las heces fueron normales y Harold estaba mucho más activo y alerta. Se continuó con la administración del probiótico multicepas a días alternos junto con una dieta con proteína hidrolizada, y en la última revisión (14 meses después del tercer TMF), Harold mantenía una resolución completa de los signos.

La colitis granulomatosa se observa con más frecuencia en el Bóxer y el Bulldog Francés
Figura 6. La colitis granulomatosa se observa con más frecuencia en el Bóxer y el Bulldog Francés.
© Shutterstock

Caso 4# – “Ina”

Ina es una perra Pastor Alemán, no esterilizada, que cuando tenía un año edad empezó a presentar signos clínicos de EC. Al principio, los signos respondieron a la administración de una dieta con proteínas hidrolizadas junto con un probiótico multicepas. A los 2 años de edad, desarrolló una infección del tracto urinario que su veterinario trató con antibióticos (se desconocen). Tras el tratamiento con antibióticos, Ina volvió a presentar signos clínicos similares a los que tuvo inicialmente con la EC, incluyendo flatulencias, letargia e hiporexia. Se sospechó una disbiosis intestinal por el tratamiento antibiótico y en el análisis fecal se obtuvo un índice de disbiosis* de 6,2 (Figura 7), consistente con una disbiosis grave. Seis semanas después de finalizar la antibioterapia, Ina seguía presentando letargia e hiporexia, y se programó la realización de una serie de TMF. Tras el primer TMF, Ina mejoró, pero se produjo una recaída antes de realizar el segundo TMF; sin embargo, tras recibir otros dos TMF, Ina recuperó su apetito normal y el estado en alerta y el índice de disbiosis pasó de grave a leve tras el primer TMF, y tras el segundo TMF el índice fue normal (Figura 7).

Índice de disbiosis en una perra, Pastor Alemán, no esterilizada, de 2 años de edad con enteropatía que responde a la dieta
Figura 7. Índice de disbiosis en una perra, Pastor Alemán, no esterilizada, de 2 años de edad con enteropatía que responde a la dieta. Tras recibir un tratamiento con antibióticos por una infección urinaria, presentó hiporexia, letargia y disbiosis. La zona gris es consistente con una disbiosis leve; tras el segundo TMF se restableció la normobiosis.
© Linda Toresson/redrawn by Sandrine Fontègne

Conclusión

El trasplante de microbiota fecal (TMF) es un tratamiento prometedor en gastroenterología canina y felina con muy pocos efectos secundarios según los estudios publicados. Actualmente, la dosis y el protocolo del TMF puede variar ligeramente entre los diferentes veterinarios, pero se está tramitando la publicación de un consenso sobre el procedimiento del TMF. El TMF se puede utilizar en varios casos, como en los cachorros con parvovirosis y parece ser beneficioso en muchos perros con enteropatías crónicas que responden mal al tratamiento estándar. El TMF también puede ayudar a limitar el uso de antibióticos en determinados casos.

*Índice de Disbiosis proporcionado por el Laboratorio GI de la Universidad A&M de Texas, EE.UU.

Referencias

  1. Zhang Z, Mocanu V, Cai C, et al. Impact of fecal microbiota transplantation on obesity and metabolic syndrome – a systematic review. Nutrients 2019;11(10):E2291. DOI:10.3390/nu11102291

  2. Green JE, Davis JA, Berk M, et al. Efficacy and safety of fecal microbiota transplantation for the treatment of diseases other than Clostridium difficile infection: a systematic review and meta-analysis. Gut Microbes 2020;12(1):1-25. DOI:10.1080/19490976.2020.1854640

  3. Pereira GQ, Gomes LA, Santos IS, et al. Fecal microbiota transplantation in puppies with canine parvovirus infection. J. Vet. Intern. Med. 2018;32(2):707-711. DOI:10.1111/jvim.15072

  4. Niina A, Kibe R, Suzuki R, et al. Fecal microbiota transplantation as a new treatment for canine inflammatory bowel disease. Biosci. Microbiota Food Health 2021;40(2):98-104. DOI:10.12938/bmfh.2020-049

  5. Toresson L, Steiner JM, Lidbury JA, et al. Clinical effects of fecal microbiota transplantation in dogs with chronic enteropathy. J. Vet. Intern. Med. 2021;36(6):3090.

  6. Furmanski S, Mor T. First case report of fecal microbiota transplantation in a cat in Israel. Isr. J. Vet. Med. 2017;72(3):35-41.
  7. Chaitman J, Ziese AL, Pilla R, et al. Fecal microbial and metabolic profiles in dogs with acute diarrhoea receiving either fecal microbiota transplantation or oral metronidazole. Front. Vet. Sci. 2020;7:192. DOI:10.3389/fvets.2020.00192
  8. Gal A, Barko PC, Biggs PJ, et al. One dog’s waste is another dog’s wealth: A pilot study of fecal microbiota transplantation in dogs with acute hemorrhagic diarrhoea syndrome. PloS One. 2021;16(4):e0250344. DOI:10.1371/journal.pone.0250344
  9. Niina A, Kibe R, Suzuki R, et al. Improvement in clinical symptoms and fecal microbiome after fecal microbiota transplantation in a dog with inflammatory bowel disease. Vet. Med. Auckl. NZ. 2019;10:197-201. DOI:10.2147/VMRR.S230862
  10. Chaitman J, Guard BC, Sarwar F, et al. Fecal microbial transplantation decreases the dysbiosis index in dogs presenting with chronic diarrhoea (abstract). J. Vet. Intern. Med. 2017;31:1287.
  11. Jergens AE, Schreiner CA, Frank DE, et al. A Scoring Index for disease activity in canine inflammatory bowel disease. J. Vet. Intern. Med. 2003;17(3):291-297. DOI:10.1111/j.1939-1676.2003.tb02450.x
  12. AlShawaqfeh MK, Wajid B, Minamoto Y, et al. A dysbiosis index to assess microbial changes in fecal samples of dogs with chronic inflammatory enteropathy. FEMS Microbiol. Ecol. 2017;93(11). DOI:10.1093/femsec/fix136
  13. Paramsothy S, Nielsen S, Kamm MA, et al. Specific bacteria and metabolites associated with response to fecal microbiota transplantation in patients with ulcerative colitis. Gastroenterology 2019;156(5):1440-1454.e2. DOI:10.1053/j.gastro.2018.12.001
  14. Salavati Schmitz S. Observational study of small animal practitioners’ awareness, clinical practice and experience with fecal microbiota transplantation in dogs. Top. Comp. Anim. Med. 2022;47:100630. DOI:10.1016/j.tcam.2022.100630
  15. Chapman BC, Moore HB, Overbey DM, et al. Fecal microbiota transplant in patients with Clostridium difficile infection: A systematic review. J. Trauma Acute Care Surg. 2016;81(4):756-764. DOI:10.1097/TA.0000000000001195
  16. Imdad A, Nicholson MR, Tanner-Smith EE, et al. Fecal transplantation for treatment of inflammatory bowel disease. Cochrane Database Syst. Rev. 2018;11:CD012774. DOI:10.1002/14651858.CD012774.pub2
  17. Fehily SR, Basnayake C, Wright EK, et al. Fecal microbiota transplantation therapy in Crohn’s disease: Systematic review. J. Gastroenterol. Hepatol. 2021;36(10):2672-2686. DOI:10.1111/jgh.15598
  18. Tang G, Yin W, Liu W. Is frozen fecal microbiota transplantation as effective as fresh fecal microbiota transplantation in patients with recurrent or refractory Clostridium difficile infection: A meta-analysis? Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2017;88(4):322-329. DOI:10.1016/j.diagmicrobio.2017.05.007
  19. Kriaa A, Bourgin M, Mkaouar H, et al. Microbial reduction of cholesterol to coprostanol: an old concept and new insights. Catalysts 2019;9(2):167. DOI:10.3390/catal9020167
  20. Craven M, Dogan B, Schukken A, et al. Antimicrobial resistance impacts clinical outcome of granulomatous colitis in boxer dogs. J. Vet. Intern. Med. 2010;24(4):819-824. DOI:10.1111/j.1939-1676.2010.0527.x
  21. Manchester AC, Dogan B, Guo Y, et al. Escherichia coli-associated granulomatous colitis in dogs treated according to antimicrobial susceptibility profiling. J. Vet. Intern. Med. 2021;35(1):150-161. DOI:10.1111/jvim.15995
Linda Toresson

Linda Toresson

La Dra. Toresson se licenció en veterinaria por la Universidad de Ciencias Agrícolas de Suecia en 1995 y desde 1996 trabaja en el hospital de referencia Evidensia Specialist Animal Hospital Leer más

Otros artículos de este número

Número de edición 33.1 Fecha de publicación 05/07/2023

Fibra alimentaria: el arma secreta del veterinario

Cuando hablamos de alimentos para perros y gatos, muchas veces utilizamos el término “fibra”, pero ¿qué significa realmente? Adam Rudinsky nos ofrece una descripción de la fibra, en todos sus diferentes aspectos.

por Adam J. Rudinsky

Número de edición 33.1 Fecha de publicación 21/06/2023

Hipoadrenocorticismo atípico canino

Puede que la enfermedad de Addison no sea el primer diagnóstico que se sospeche en un perro con signos gastrointestinales, pero se trata de una posibilidad que no se debe descartar, tal y como lo describe Romy Heilmann en este artículo.

por Romy M. Heilmann

Número de edición 33.1 Fecha de publicación 14/06/2023

Infección por Giardia en perros

Aunque la presencia de Giardia es frecuente en el perro, a la hora de decidir si se trata de un hallazgo significativo o de elegir la mejor estrategia de tratamiento para cada situación, pueden surgir muchas dudas; este artículo trata de resolver algunas de las preguntas que puede plantearse el veterinario.

por Rolf R. Nijsse y Paul A.M. Overgaauw

Número de edición 33.1 Fecha de publicación 07/06/2023

EPP en perros: causas y tratamientos

La enteropatía perdedora de proteínas en el perro es un síndrome heterogéneo, por lo que el veterinario debe enfocar cada caso de forma individualizada.

por Sara A. Jablonski